Uni-HD.2023.492_Spinning_Disk_Confokales_Mikroskop_mit_3D_STORM_Bioquant

Beschaffung eines multimodalen Mikroskopsystems Spinning Disk Confokales Mikroskop mit 3D STORM.

Beschaffung eines multimodalen Mikroskopsystems Spinning Disk Confokales Mikroskop mit 3D STORM.

Preis - Gewichtung: 0

Es ist zu beachten, dass der Vertrag nach Ablauf einer Frist von zehn Kalendertagen, gerechnet ab dem Tag nach der Veröffentlichung dieser Bekanntmachung, abgeschlossen wird (s. hierzu auch § 135 Abs. 3. Nr3 GWB).

Erläuterung:

Multimodales Mikroskop für 3D-Spinning-Disk-Mikroskopie kombiniert mit 3D-STORM

Gemäß dem Antrag DFG/INST35/1729-1 FUGG ist ein Spinning Disk confokales Mikroskop für schnelle 3D-Lebendzellmikroskopie (Modul 1) zu beschaffen, das mit einem single-molecule-localization (SML)-Modul für Hochauflösung in 3D ausgerüstet ist. Das SML-Modul (Modul 2), im folgenden als STORM Modul bezeichnet, soll PAINT, dSTORM und PALM mit einer Auflösung von 20nm lateral und 70nm axial ermöglichen.

Für Modul 1 gilt es bestehende zellbiologische Projekte weiterzuführen, die 3D-Imaging mittels Yokogawa-Spinning-Disk-Unit (CSU) Mikroskopie nutzen. Neue Projekte erfordern, erst die 3D-Dynamik von Protein oder RNA in der Zelle sensitiv zu erfassen, und anschließend korrelativ an den gleichen Koordinaten SML-Bilder aufzunehmen. In der Lebendzellmikroskopie sollen Einzelzellen in unterschiedlichen “wells” im gleichen Experiment aufgenommen werden (Multiwell- und Multipoint-Mikroskopie), die selben Zellträger sollen dann für SML genutzt werden.

Das 3D-STORM Modul muss Laser bei jeweils ca. 405, 490, 560 und 640nm bieten und alle Komponenten müssen vollautomatisiert softwareseitig angesprochen werden. Folgende Funktionen sind nötig, um ein Imaging auch mehrere Mikrometer in der Zelle mit SLM in bester Qualität zu ermöglichen: Wasserimmersionsobjektiv und automatische Korrektur der sphärischen Aberration (Deckglaskorrektur). Die Software muss eine Vorschau auf die Lokalisationen erlauben, um während der Aufnahme der Rohdaten die Qualität der Probe (Blinking) zu beurteilen.

Für korrelative Projekte, bei denen erst Lebendzellmikroskopie und dann an den gleichen Koordinaten SMLM vollautomatisiert durchgeführt wird, muss die Ansteuerungssoftware die Verbindung zwischen den Modulen herstellen. Dazu muss auch automatisierte Bildauswertung zur Identifikation relevanter Stellen durchgeführt werden (feedback microscopy), die dann für SML angefahren werden.

Dies wird derzeit nur von der Firma Nikon BV gewährleistet, die 3D-STORM kombiniert mit der CSU-W1 anbietet und softwareseitig integriert. Andere Firmen, die 3D-STORM in ausreichender Qualität anbieten, bieten keine Integration der CSU an.

Stellungsname zu Ersatztechniken:

1) Lebendzellmikroskopie:

Bestehende Projekte die eine Yokogawa CSU-X1 nutzen, müssen weitergeführt werden. Deshalb kommt nur ein Methode mit vergleichbarer Abbildungsfunktion in Frage, d.h. mit sehr guter konfokaler Auflösung, so haben wir uns für das Nachfolgemodell CSU-W1 entschieden. Wegen der zu erreichenden Geschwindigkeit (15Hz bei vollem Blickfeld > 4 Megapixel) sind Single-Point-Confocal-Scanner (auch die parallelisierten) zu langsam, um Volumen über Zeit schnell genug aufzunehmen. Resonanzscanning wurde geprüft, erreicht aber nicht die benötigte Bildqualität bei schonenden Aufnahmen.

Nicht-konfokale Techniken unterscheiden sich zu sehr in der Abbildungsfuntkion, um für bestehende Projekte als Folgetechnik die CSU zu ersetzen, so können wir kein SIM nutzen. Wir haben einfachere Spinning-Disk-Lösungen ohne Mikrolinsen mit der CSU-W1 verglichen, diese erreichen nicht die notwendige Qualität. Lichtblattmikroskopie (LBM) erreicht meist nicht die Auflösung der CSU, die wir insbesondere für Hefe benötigen. (Die CSU ist auf Objektive hoher NA (z.B. Ölimerssion NA >1.4 angepasst). Lattice light sheet microscopy ist derzeit nicht mit Multiwell- und Multipoint-Imaging kompatibel.

2) SML:

Um Proteinanordnungen zu charakterisieren, wird eine möglichst hohe Auflösung in 3D angestrebt, diese wird durch SML mit ≤20nm in xy und axial 70nm erreicht. Das angestrebten 3D-STORM wird noch von Minflux in der Auflösung übertroffen, letzteres erreicht aber den für die verschiedenen Projekte erforderlichen Durchsatz nicht. Die Technik STED erreicht nicht die erforderliche Auflösung und kann auch nicht für Einzelmolekültracking genutzt werden.

Genaue Angaben zu den Fristen für die Einlegung von Rechtsbehelfen: